Utilización de un modelo de tejido ex vivo para estudiar la regeneración de la piel tras estímulos con microagujas

Scientific Reports volumen 12, Número de artículo: 18115 (2022) Citar este artículo

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Microneedling es un procedimiento popular de rejuvenecimiento y rejuvenecimiento de la piel. Con el fin de desarrollar mejores productos complementarios para los consumidores, existe la necesidad científica de establecer una mayor comprensión del mecanismo en el que las microagujas estimulan la regeneración dentro de la piel. El propósito de este estudio es desarrollar un modelo de tejido ex vivo fisiológicamente relevante que imite de cerca el procedimiento de microagujas real para dilucidar su mecanismo de acción. En este estudio, la piel humana ex vivo se sometió a un tratamiento con microagujas y se cultivó durante 6 días. El análisis histológico demostró que la piel ex vivo pudo curarse de la lesión por microagujas durante todo el período de cultivo. El tratamiento con microagujas estimuló la proliferación y renovación de la barrera de la piel. El procedimiento también aumentó los niveles de citocinas inflamatorias y factores de crecimiento angiogénicos de forma dinámica y dependiente del tiempo. El tejido mostró signos distintivos de regeneración epidérmica a través de cambios morfológicos y moleculares después del tratamiento. Este es uno de los primeros trabajos hasta la fecha que utiliza piel ex vivo con microagujas para demostrar su comportamiento regenerativo. Nuestro modelo recapitula las principales características del tratamiento con microagujas y permite la evaluación de futuros ingredientes activos cosméticos utilizados junto con las microagujas.

Los procedimientos estéticos mínimamente invasivos son opciones populares para los consumidores que buscan soluciones a sus problemas estéticos1. Los avances tecnológicos de las últimas décadas han permitido opciones estéticas asequibles y de fácil acceso para el rejuvenecimiento y la corrección de la piel del rostro2. Entre los procedimientos mínimamente invasivos, la microaguja es un tratamiento cosmético popular y de rápido crecimiento3. Las microagujas han demostrado su eficacia en el rejuvenecimiento de la piel, la remodelación de cicatrices, el melasma y otros trastornos pigmentarios de la piel2,4,5,6,7,8. Se logra mediante el uso de agujas sólidas para perforar la epidermis (o la dermis, según la longitud de la aguja), lo que crea microheridas que desencadenan una cascada de curación de heridas aguas abajo9. Estas microheridas también pueden servir como canales microscópicos para que moléculas grandes superen la barrera de la piel y penetren en capas más profundas del tejido10. El procedimiento cosmético de microagujas induce la regeneración de la piel y mejora la penetración de los activos en los productos posteriores al procedimiento11.

Los dispositivos comunes en el mercado van desde rodillos mecánicos hasta bolígrafos eléctricos automatizados. Cada instrumento varía según la longitud y la densidad de la aguja, además de la velocidad de la aguja (en el caso de dispositivos eléctricos). Los dermarollers de uso doméstico (menos de 0,5 mm de longitud de la aguja) han demostrado la capacidad de reducir la apariencia de los poros y las líneas finas y de mejorar la absorción de los productos para el cuidado de la piel12. Mientras tanto, la microaguja realizada en un entorno clínico con un dermapen automatizado (longitud de la aguja entre 0,5 y 3,5 mm) creó microheridas más profundas que indujeron neoelastogénesis y neocolagénesis12. Dos de los dermapens más utilizados clínicamente son los dispositivos Candela Exceed aprobados por la FDA (Exceed, Amiea Med, MT.DERM GmbH, Berlín, Alemania) y SkinPen (Crown Aesthetics, Dallas, TX, EE. UU.). El dispositivo médico de microagujas Candela Exceed es un sistema que utiliza velocidades de aguja ajustables y profundidades de penetración para tratar las cicatrices del acné y las arrugas13. De igual forma, el SkinPen está indicado para el tratamiento de cicatrices de acné e inducción al rejuvenecimiento de la piel. Se ha demostrado clínicamente que el uso de un dermapen con una aguja de 1,0 mm de longitud mejoró significativamente la textura y la firmeza de la piel14.

Es necesaria una mayor comprensión del mecanismo de acción detrás de las microagujas no solo para ayudar a mejorar la atención al paciente, sino que también puede brindar oportunidades para regular las vías moleculares específicas de los tratamientos con microagujas15. También abre oportunidades para combinar tratamientos con activos cosméticos específicos para aumentar los resultados del procedimiento y reducir los efectos adversos11. Por lo tanto, el propósito de este estudio es desarrollar un modelo de tejido ex vivo humano fisiológicamente relevante que imite de cerca las condiciones del procedimiento de microagujas para dilucidar su mecanismo de acción.

Se adquirió piel fresca ex vivo (10 donantes entre 37 y 64 años, mujeres, 4 donantes afroamericanos, 4 donantes caucásicos y 2 donantes hispanos) un día después del procedimiento de abdominoplastia (BioIVT, Westbury, NY, EE. UU.). El estudio fue aprobado por WCG IRB (Número de seguimiento de IRB: 20180798). El uso de tejido humano de abdominoplastia después del procedimiento correctivo ha recibido el consentimiento informado de todos los donantes. Todos los experimentos se realizaron de acuerdo con las directrices y regulaciones pertinentes.

Tras la recepción, se eliminó la capa de la hipodermis y el tejido se sometió a dos lavados con solución salina tamponada con fosfato (PBS) para limpiar el residuo de sangre. Luego, el tejido se sometió a tratamiento con una pluma de microagujas (agujas de 36 agujas, puntas de cartuchos Dr. Pen A6, Dr. Pen Inc, San José, CA, EE. UU.) con una longitud de aguja de 1,5 mm. El tejido se sometió a 5 pases de la microaguja16,17. Después del tratamiento, se crearon biopsias de piel de 1,2 cm de diámetro (un mínimo de N = 3 por condición) y se cultivaron en la interfaz aire-líquido. Los explantes de piel no sometidos a microagujas sirvieron como grupo de control no tratado. Todas las muestras se cultivaron en medio de Eagle modificado por Dulbecco (650 µl por pocillo, DMEM con 10 % de suero fetal bovino y 1 % de penicilina-estreptomicina) a 37 °C y 5 % de CO2. Los medios se cambiaron cada dos días con la excepción de los fines de semana. Después de un período de cultivo de 6 días, todas las biopsias se procesaron para análisis histológico e inmunohistoquímico.

Los tejidos de la piel ex vivo se procesaron para tinción con hematoxilina y eosina (H&E) (Reveal Biosciences, San Diego, CA, EE. UU.) usando un protocolo estándar. La tinción inmunohistoquímica se realizó con un inmunoteñidor automatizado Leica Bond (Reveal Biosciences, San Diego, CA, EE. UU.). Las muestras de tejido se fijaron en formalina al 10 %, se procesaron y se incluyeron en cera de parafina. La recuperación de antígenos inducida por calor se realizó utilizando el tampón de recuperación de epítopos Leica Bond y la peroxidasa endógena se bloqueó durante 20 minutos. A esto le siguió el bloqueo de la unión de anticuerpos no específicos utilizando una proteína Novolink durante 30 min. Luego, las secciones se incubaron con el anticuerpo primario (Mouse Monoclonal to anti-Filaggrin, dilución 1:200, Cat# MA5-13440, Thermofisher, Waltham, MA, EE. UU.). El anti-filagrina se detectó y visualizó con 3'3 diaminobencidina (DAB). A continuación, todas las secciones se contrastaron con una tinción nuclear de hematoxilina. El anticuerpo primario se aplicó al tejido teñido contra Ki67 durante la noche a 4 °C (anti-Ki67, Rabbit Monoclonal, dilución 1:100, Cat# ab16667, Abcam, Waltham, MA, EE. UU.). Se aplicó burro anti-conejo IgG Alexa Fluor 647 durante 60 min seguido de contratinción nuclear DAPI. Las secciones teñidas contra transglutaminasa-1 (TGM-1) se incubaron con el anticuerpo primario TGM-1 (anti-TGM-1, Monoclonal de ratón, dilución 1:100, Cat# pab0060, Covalab, Bron, Francia). Las imágenes se adquirieron con un microscopio central EVOS XL y un microscopio fluorescente (Leica DM500, Wetzlar, Alemania). La intensidad de la tinción se informó calculando la densidad óptica de la tinción utilizando MATLAB R2020a. El análisis de imágenes para los anticuerpos Ki67 y TGM-1 se calculó utilizando 2 campos de visión de 2 muestras biológicas con un total de 2 donantes por anticuerpo. Para Filaggrin, se utilizaron para los cálculos 2 campos de visión por muestra, 3 muestras biológicas por donante, 5 donantes con N = 30 en total. Todos los análisis de imagen para las muestras de filagrina utilizaron los mismos parámetros.

En este estudio, se recolectó el sobrenadante (medio secretado por los explantes) del día 1 y el día 6 para evaluar 20 citocinas y quimiocinas. Los medios del punto de tiempo del día 6 se acumularon a partir del cambio de medios más reciente en el día 4 de la cultura. La matriz de citocinas multiplex (Inflammation 20-Plex Human ProcartaPlex™ Paneld, Thermofisher, Waltham, MA, EE. UU.) se realizó con el sistema de instrumentos Luminex™ MAGPIX™ (Thermofisher, Waltham, MA, EE. UU.) de acuerdo con las instrucciones del fabricante. El TGF-β se evaluó de acuerdo con las instrucciones del fabricante con kits ELISA comerciales (TGF-β, Cat# DY240, R&D Systems, Minneapolis, MN, EE. UU.). Debido a la variación en el tamaño del tejido de diferentes donantes, el tamaño de la muestra de un donante para cada condición de tratamiento varió entre 3 y 6 biopsias.

La resistencia eléctrica transepitelial (TEER) se usa comúnmente para medir la integridad de la unión estrecha de una monocapa epitelial y evaluar la función de barrera de la piel18. Para medir a través de la piel ex vivo, se utilizó un adhesivo biocompatible para sellar el espacio entre la piel y la pared del transwell (Kwik-Cast Sealant, World Precision Instrument, Sarasota, FL, EE. UU.). Después del sellado del tejido, las mediciones TEER se adquirieron el día 0 justo después de la aplicación del procedimiento de microagujas y luego se midieron hasta el día 6 (EVOM2, World Precision Instrument, Sarasota, FL, EE. UU.). Durante las mediciones, el transwell se llenó con 500 μl de DPBS (Thermofisher, Cat# 14190144, Waltham, MA, EE. UU.) en la región apical y 2 ml de DPBS en la región basal. Se midió la contribución del transwell solo y se restó de los valores de la muestra. El valor TEER en Ω cm2 se obtuvo multiplicando la resistencia eléctrica por el área de la superficie de la piel.

Las muestras de piel utilizadas para la reacción en cadena de la polimerasa cuantitativa (qPCR) se fijaron en RNAlater (Sigma, Cat# R0901, St. Louis, MO, EE. UU.) durante 2 h a temperatura ambiente y se almacenaron a -80 °C. Se utilizaron tres explantes de piel individuales de 1 donante para cada grupo de tratamiento. Las muestras se rompieron mediante el batido de perlas en tampón de lisis y el ARN se aisló usando un kit Qiagen RNeasy (Qiagen, Cat# 74106, Hilden, Alemania) de acuerdo con el protocolo del fabricante. La concentración y la pureza del ARN se determinaron utilizando un espectrofotómetro Nanodrop 2000 (Thermofisher, Waltham, MA, EE. UU.). El cDNA se generó a partir de 230 ng de RNA por muestra utilizando un kit de síntesis de cDNA de alta capacidad (Thermofisher, Cat# 4368814, Waltham, MA, EE. UU.) de acuerdo con las instrucciones del fabricante para el procesamiento del ensayo de un solo tubo Taqman. Las reacciones de qPCR se realizaron utilizando ensayos de expresión génica Taqman validados. Las placas se corrieron usando el instrumento Life Technologies QuantStudio 12K Flex. Cada gen se ensayó por duplicado. Se usaron cebadores para K5, K14, NOTCH1, PCNA y PPARD de acuerdo con el protocolo de Applied Biosystems. Los resultados se normalizaron usando el gen de referencia PPIA, obtenido de Applied Biosystems. Los resultados finales se interpretaron como valores RQ normalizados para el grupo de tratamiento de control.

Los datos se evaluaron utilizando la prueba t de Student y ANOVA de dos vías con la prueba Holm-Sidak de comparación múltiple. Las diferencias entre los grupos se compararon utilizando Graphpad Prism 9.0.1 (GraphPad Software Inc., La Jolla, CA, EE. UU.).

En este estudio, se investigaron los efectos del procedimiento de microagujas en el tejido de la piel humana, desde el nivel molecular hasta el tisular. Los resultados ilustraron los cambios en la morfología de la cicatrización de tejidos, los marcadores de función de barrera, las citocinas proinflamatorias y los factores de crecimiento implicados en las diferentes fases de la cicatrización de heridas y la expresión génica de la homeostasis epidérmica.

La morfología del tejido se evaluó mediante tinción H&E. Como se muestra en la Fig. 1c, se observaron micropunciones en toda la epidermis después de 5 pases de tratamiento con microagujas (MN). En condiciones de aguja de 1,5 mm de longitud, las agujas alcanzaron la región papilar dérmica. Se observó en el tejido un sangrado puntiforme, que normalmente se usa como punto final confiable para el procedimiento en las clínicas (Fig. 1f complementaria)6. Después de 6 días de cultivo, las muestras de control (Fig. 1b) mantuvieron una morfología similar en comparación con las muestras del Día 0 (Fig. 1a). La herida en el grupo MN (Fig. 1d) mostró un proceso de cicatrización con queratinocitos cubriendo el área lesionada. También se evaluó el efecto de diferentes longitudes y pases en la creación de micropunciones dentro del tejido de la piel (Figura 1 complementaria). Ilustró que la aguja de 0,25 mm de longitud puede penetrar a través de la capa superior de la epidermis, mientras que las agujas de 1,0 y 1,5 mm de longitud alcanzan la capa dérmica.

Caracterización del tejido cutáneo ex vivo. Tinción H&E del tejido del grupo de control (a, b) y tejido tratado con microagujas (MN) en el día 0 y el día 6 (c, d). (e) Los valores de TEER que indican la integridad de la función de barrera de la unión estrecha del tejido ex vivo en el día 0 y el día 6 (N = 4 muestras biológicas, 1 donante). TEER se probó estadísticamente utilizando ANOVA de dos vías con la prueba Holm-Sidak de comparación múltiple. Las diferencias estadísticas se indican como **P ≤ 0,01, ***P ≤ 0,001. Barra de escala 50 µm.

Se investigó la función de barrera de la piel después de la aplicación de microagujas mediante la resistencia eléctrica transepitelial (TEER) y la tinción inmunoquímica. Los valores TEER del tejido tratado con MN cayeron significativamente inmediatamente después del procedimiento, lo que indica que la barrera cutánea está comprometida (Fig. 1e). Después de 6 días de cultivo, el valor TEER del tejido MN aumentó de 393,7 ± 93,2 a 5685 ± 3659,5 Ω cm2. Sin embargo, la función de barrera de los tejidos con microagujas no se restauró por completo cuando se comparó con el grupo de control (11 936,7 ± 11,6 Ω cm2), lo que indica que el tejido aún estaba pasando por fases de reparación de heridas.

La inmunotinción con anticuerpo anti-Ki67 (Fig. 2a-c) confirmó la proliferación de queratinocitos del tejido recolectado el día 6. El número de células Ki67 teñidas positivamente fue significativamente mayor en el tejido tratado con MN (37,7 ± 13,2 %) en comparación con el control grupo (13,7 ± 2,5%). Esto sugiere que el procedimiento de MN estimula la proliferación de queratinocitos como mecanismo de reparación alrededor de los sitios de la herida5. Los datos cuantitativos de PCR sugieren una regulación positiva de K5 y K14 (Fig. 2 complementaria), lo que respalda aún más que el procedimiento estimuló la proliferación de queratinocitos en la capa basal de la epidermis.

Regeneración epidérmica de tejido ex vivo con y sin procedimiento de microagujas. Los queratinocitos de los grupos control (a) y MN (b) expresan el marcador de proliferación Ki67 el día 6 (rosa, N = 8, 2 campos de visión de 2 muestras biológicas por tratamiento, 2 donantes). Los núcleos se tiñeron con DAPI (azul). Las líneas discontinuas blancas indican el límite dermoepidérmico. ( c ) El nivel de proliferación de células basales se cuantificó en función de las células positivas para Ki67 en múltiples regiones de la epidermis. ( d, e ) Inmunotinción para el marcador de diferenciación Filaggrin en grupos de control y tratamiento MN. ( f ) Intensidad de filagrina normalizada de control y grupos MN (N = 30, 2 campos de visión por muestra, 3 muestras biológicas por donante, 5 donantes). ( g, h ) Inmunotinción para el marcador de diferenciación TGM-1 en grupos de tratamiento de control y MN. (i) Intensidad normalizada de TGM-1 de control y grupos MN (N = 8, 2 campos de visión de 2 muestras biológicas por tratamiento, 2 donantes). Prueba t de Student, *P ≤ 0,05, **P ≤ 0,01, ***P ≤ 0,001, ****P ≤ 0,0001. Barra de escala 100 µm.

Además, también se observó una regulación positiva de Filaggrin (Fig. 2d-f) y TGM-1 (Fig. 2g-i) en el grupo tratado con MN. La actividad de Filaggrin y TGM-1 es crucial para el proceso de ensamblaje de la envoltura cornificada y, por lo tanto, explica el aumento del grosor epidérmico después de la microaguja en sujetos humanos en estudios clínicos y en animales previos 5,7.

Para demostrar que este modelo tiene un componente importante de intercomunicación célula-célula en las primeras etapas de la cicatrización de heridas, se analizaron factores de crecimiento seleccionados, citocinas y quimiocinas involucradas en el mecanismo de reparación mediante el estudio del sobrenadante del cultivo de tejido (Figs. 3, 4) . El análisis del factor de crecimiento revela que el procedimiento de microagujas estimuló una regulación positiva significativa del factor de crecimiento endotelial vascular (VEGF), el factor de crecimiento derivado de plaquetas (PDGF), el factor de crecimiento de fibroblastos (FGF) y la insulina (Fig. 3a-d). La activación de las proteínas anteriores suele ser representativa de las primeras etapas en la reparación de tejidos. Curiosamente, el nivel de secreción del factor de crecimiento transformante beta (TGF-β, Fig. 3e) fue significativamente mayor en los tejidos tratados con microagujas en el día 6 de cultivo, pero no dentro de las 24 h posteriores al cultivo. Además, se ha informado que el factor de necrosis tumoral (TNF-α) está muy involucrado en el proceso temprano de cicatrización de heridas en estudios con animales19. Aquí, se observó una regulación al alza significativa en el grupo tratado con MN en el día 1, seguido de una disminución al nivel inicial en el día 6 (Fig. 3f).

Cuantificación de factores de crecimiento en el tejido ex vivo. ( a - f ) La expresión de factores de crecimiento se midió en pg / ml utilizando una matriz de citoquinas multiplex. El medio se recogió el día 1 y el día 6 (N = 4, 2 muestras biológicas por donante, 2 donantes). Prueba t de Student, *P ≤ 0,05, **P ≤ 0,01, ***P ≤ 0,001, ****P ≤ 0,0001.

Cuantificación de citocinas proinflamatorias en el tejido ex vivo. ( a – g ) La expresión de los factores de crecimiento se midió utilizando una matriz de citoquinas multiplex. Los medios se recogieron el día 1 y el día 6 (N = 4, 2 muestras biológicas por donante, 2 donantes). Prueba t de Student, *P ≤ 0,05, **P ≤ 0,01, ***P ≤ 0,001, ****P ≤ 0,0001.

El análisis de citocinas reveló una respuesta dependiente del tiempo de liberación del tejido sometido a estímulos de microagujas. La expresión de IL-1α alcanzó su punto máximo 1 día después de la herida, mientras que las quimiocinas asociadas a la angiogénesis, como la selectina P, la selectina E, el factor estimulante de colonias de granulocitos y macrófagos (GM-CSF) y la molécula de adhesión intercelular soluble 1 (sICAM-1 ) continuó aumentando en el transcurso de 6 días (Fig. 4). Por otro lado, la expresión de la metaloproteinasa de matriz 1 (MMP-1) tenía una tendencia más alta el día 6 en comparación con el día 1 (Fig. 4d), pero no se encontró que fuera estadísticamente significativa en este modelo. Además, la expresión de IL-17A, IL-4, IL-10, IL-13 e IP-10 estuvo por debajo del límite de detección y no se observaron cambios significativos. El análisis de expresión génica reveló que el grupo tratado con MN tenía una expresión ligeramente mayor de PPARdelta (PPRD) en comparación con el control en el día 6 (Fig. 2 complementaria).

Las microagujas son una opción popular dentro de la cartera de procedimientos estéticos debido a su tiempo de inactividad mínimo y su disponibilidad para su uso tanto a nivel doméstico como profesional6. Se ha demostrado que tiene una amplia gama de aplicaciones objetivo, desde el cuidado de la piel hasta la caída del cabello20. Las evaluaciones clínicas han demostrado eficacia en una amplia gama de aplicaciones en muchos tipos de piel, particularmente en fotoenvejecimiento, cicatrices de acné, arrugas, despigmentación y apariencia general de la piel21,22,23,24,25. La mayoría de los pacientes que se sometieron a un tratamiento con microagujas para las cicatrices del acné demostraron una mejoría clínica de al menos dos grados según el sistema de clasificación de cicatrices de acné de Goodman and Baron26,27,28.

Ogunjimi et al. informó en un estudio de 111 sujetos que el procedimiento de microagujas crea poros transitorios en la superficie de la piel, lo que conduce a un aumento en TEWL y una disminución en la impedancia de la piel con un tiempo promedio de cierre de microporos entre 2 y 4 días10. El tiempo de cierre de los microporos fue significativamente mayor en los sujetos con tipos de piel más oscuros en comparación con los grupos de sujetos asiáticos y caucásicos. Se han descrito más conocimientos sobre cómo funciona la microaguja en modelos animales y estudios clínicos15,29,30,31. Un modelo de rata ha demostrado que la respuesta inflamatoria está implicada en el proceso de curación después de la aplicación de microagujas a través del aumento de los niveles de TGF-β hasta 2 semanas después del procedimiento29. Además, hubo un aumento medible en el engrosamiento epidérmico, la expresión génica de FGF7, Colágeno I y III, así como niveles mejorados de Colágeno I y III y GAGs30. Schmitt et al. proporcionaron información adicional sobre el mecanismo molecular de las microagujas. al exponer la piel reconstruida en 3D a estímulos de microagujas15. Este modelo informó un aumento en el nivel de queratina 13, CCL11, IGF, TIMP3 y colágeno III y VIII a los 5 días posteriores al tratamiento con microagujas15. Curiosamente, la expresión génica de muchos marcadores proinflamatorios como IL-1α, 1L-1β, IL-36, IL-4 y S100 disminuyó notablemente en este modelo15.

Un proceso típico de cicatrización de heridas de la piel procede a través de un patrón superpuesto de fases que incluyen inflamación, epitelización, formación de tejido de granulación y remodelación de tejido. La diafonía entre los diferentes tipos de células de la piel y la señalización del factor de crecimiento paracrino subyacente son esenciales para coordinar los procesos asociados con la cicatrización de heridas, como la proliferación y la migración32,33,34. El proceso de cicatrización de heridas en piel ex vivo sometida a diferentes estímulos físicos, como incisiones, quemaduras, tratamiento con láser o biopsias con sacabocados, ha sido ampliamente estudiado; estos han demostrado la capacidad del tejido para reepitelizarse y modular tanto el factor de crecimiento como la liberación de citoquinas inflamatorias a lo largo de su período de cultivo para sanar35,36,37,38. Esta capacidad se puede atribuir a las características únicas de la piel ex vivo. Una de las características más notables es la presencia de todos los tipos de células, incluidos niveles detectables de células inmunitarias hasta 10 días en cultivo, y su capacidad para mantener una barrera cutánea robusta durante todo el cultivo39. Además, el uso de piel ex vivo permite estudiar el efecto de diferentes perfiles de donantes (edad/sexo/etnicidad) y reduce la restricción ética al realizar pruebas, en comparación con las evaluaciones clínicas o con animales. Sin embargo, el tejido está sujeto a varias limitaciones, como la accesibilidad, el período de cultivo o la cantidad de tejido recibido del donante. A pesar de estas limitaciones, las características únicas del tejido de la piel ex vivo, especialmente cuando se comparan con equivalentes de piel humana 2D o reconstruida, permiten una sólida comprensión preclínica del proceso de cicatrización de heridas a través del descubrimiento del mecanismo de acción de diferentes estímulos físicos o químicos y demuestran ser una herramienta útil en la investigación dermatológica38,40.

El actual estudio ex vivo de la piel adoptó un enfoque integral para comprender la respuesta molecular estimulada de la piel de acuerdo con diferentes condiciones de tratamiento con microagujas. Después de la microaguja, la piel ex vivo mostró una reducción inmediata en la impedancia de la piel y la capacidad de cicatrización en todos los donantes de piel durante el período de cultivo de 6 días. Estos efectos en el tejido con microagujas fueron apreciables a pesar de que todos los tejidos se sometieron a manipulación física a través del procedimiento de abdominoplastia, la extracción del tejido hipodérmico y la creación de explantes de biopsia, lo que puede haber inducido un aumento sistémico de moléculas inflamatorias en todas las muestras. Hasta donde sabemos, no hubo diferencia en la respuesta según los diferentes tipos de piel. Esta comprensión refleja la práctica estándar común del procedimiento de microagujas e indica la importancia de aprovechar el proceso de curación de la piel después del tratamiento. En este estudio, la piel mostró un aumento en la proliferación (Ki67) y los biomarcadores de la barrera cutánea (TGM-1 y Filaggrin), lo que demostró que mejorar los biomarcadores relacionados con la renovación de la barrera era parte de la sólida respuesta de la piel a los estímulos de microagujas. La piel ex vivo demostró un proceso de reparación similar al de un libro de texto, como se demostró en la evaluación de más de 20 factores de crecimiento y citocinas proinflamatorias 1 día y 6 días después del tratamiento con microagujas, de un evento sincronizado entre citocinas proinflamatorias (regulación ascendente inmediata de TNF-α e IL-1α y β, TGF-β y MMP-1 en el día 6) con factores proangiogénicos (nivel mejorado de VEGF, PDGF y FGF en ambos puntos de tiempo).

Existe una gran oportunidad para mejorar el resultado estético inmediatamente después y los días posteriores al procedimiento combinando las microagujas con diferentes activos debido a la mejor penetración en la piel de los activos cosméticos41,42,43. Los antioxidantes como la vitamina C, utilizados junto con microagujas, se han investigado para el tratamiento de las cicatrices del acné y el melasma44. Además, se ha demostrado que el uso de plasma rico en plaquetas tópico con el procedimiento de microagujas logra una mayor eficacia en comparación con las microagujas solas para el rejuvenecimiento de la piel, las cicatrices del acné y las aplicaciones para la caída del cabello44,45,46. Otro estudio clínico indicó que combinar el uso del tratamiento con microagujas con ácido glicólico al 35 % mejoró significativamente la apariencia de las cicatrices del acné47. En general, se recomienda a los pacientes que utilicen un humectante hipoalergénico y bloqueador solar físico para proteger la piel comprometida después del procedimiento6.

Nuestro trabajo proporcionó niveles adicionales de conocimiento de los modelos de piel y ratas reconstruidos en 3D al demostrar un aumento transitorio del comportamiento de algunos de los marcadores inflamatorios tempranos clásicos. Algunos de los marcadores de respuesta rápida alcanzaron su punto máximo en el día 1 y disminuyeron progresivamente 6 días después de la microaguja, mientras que los biomarcadores relacionados con la remodelación de la matriz aumentaron en puntos temporales posteriores. La respuesta molecular observada en nuestro modelo se alineó más estrechamente con los modelos de ratas publicados por Aust et al. y menos con el modelo de piel reconstruida en 3D15,29,30. La diferencia puede atribuirse potencialmente a la diferencia en los modelos de piel, así como al momento del tratamiento posterior a la microaguja.

En resumen, el estudio actual creó un modelo ex vivo fisiológicamente relevante sin animales para comprender mejor el mecanismo de acción de las microagujas. Este modelo también refleja el proceso dinámico de cicatrización de heridas y refuerza la comprensión clínica actual del procedimiento de microagujas. Creemos que este modelo puede ser una plataforma importante para el descubrimiento futuro de activos que mejoren el resultado de las microagujas y el estándar de atención para pacientes y consumidores.

Los conjuntos de datos utilizados y/o analizados durante el estudio actual están disponibles del autor correspondiente a pedido razonable.

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Los autores desean agradecer al Dr. Yung-Hao Tsou por sus contribuciones técnicas.

Investigación e innovación de L'Oreal, Clark, NJ, EE. UU.

Xue Liu, Rebecca Barresi, Kun Qian, I-Chien Liao, Qian Zheng y Charbel Bouez

Médicos de cuidado de la piel, Chestnut Hill, MA, EE. UU.

Michael Kaminer

Episkin, Lyon, Francia

Fabienne Thillou y Michel Bataillon

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XL diseñó y realizó experimentos, analizó datos y coescribió el artículo; RB realizó experimentos, coescribió el artículo; FT y MB realizaron análisis histológicos; I.-CL diseñó los experimentos y coescribió el artículo; MK revisó y guió el diseño del experimento, coescribió el artículo; KQ revisó y guió el diseño del experimento, coescribió el artículo; QZ y CB revisaron, guiaron y supervisaron el diseño del experimento, coescribieron el artículo.

Correspondencia a I-Chien Liao.

El Dr. Michael Kaminer ha recibido honorarios por consultoría de L'Oreal Research and Innovation. Los demás autores no tienen ningún conflicto de intereses.

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Reimpresiones y permisos

Liu, X., Barresi, R., Kaminer, M. et al. Utilización del modelo de tejido ex vivo para estudiar la regeneración de la piel después de estímulos con microagujas. Informe científico 12, 18115 (2022). https://doi.org/10.1038/s41598-022-22481-w

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Recibido: 18 Abril 2022

Aceptado: 14 de octubre de 2022

Publicado: 27 de octubre de 2022

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-022-22481-w

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